заключение
Анализируя данные литературы, касающиеся состояния естественной
резистентности и иммунологической реактивности у новорожденных телят при
колибактериозе, необходимо выделить следующие основные моменты:
. колибактериоз занимает среди заболеваний новорожденных животных
одно из ведущих мест и наносит значительный экономический ущерб;
. высокий уровень резистентности обеспечивает широкий диапазон
ответных реакций организма на влияние различных факторов внешней
среды в том числе и микроорганизмов, позволяющих ему
адаптироваться на уровне физиологической реактивности;
. животные с низким уровнем неспецифической резистентности не
способны адаптироваться к изменившимся условиям внешней среды,
что часто вызывает истощение резервной защитно-приспособительной
реактивности и, как следствие этого, приводит к гибели животных;
. сущность защитных факторов против колибактериоза телят
ассоциируется с лактоглобулиновой фракцией и уровнем К-антител-
агглютининов в сыворотке молозива коров и в сыворотке крови
новорожденных телят;
. фагоцитирующие лейкоциты, лизоцим, комплемент, пропердин и
иммуноглобулины обладают функцией антител, противомикробное
действие которых в совокупности выражается бактерицидной
активностью сыворотки крови;
. уровень иммуноглобулинов является одним из важных показателей
резистентности организма новорожденного. При этом следует
определять и учитывать иммунный статус до первой выпойки молозива
и после его скармливания;
. абсорбция колостральных иммуноглобулинов находится в прямой
зависимости от ряда факторов важнейшими из которых являются:
способность новорожденных телят усваивать их из молозива, условия
внешней среды, качество молозива и своевременная выпойка первого
молозива в адекватном количестве;
. лактоглобулин совместно с ретинолом отличаются высоким иммуно-
корректирующим эффектом и широтой профилактического действия;
. аминазин совместно с Т-активином обладают иммуно-корректирующим
действием и антисекреторной активностью ингибирующей
трансформацию аденозинтрифосфата (АТФ) в циклический 3,5-
аденозинмонофосфат (АМФ).
РАЗДЕЛ 2
РЕЗУЛЬТАТЫ СОБСТВЕННЫХ ИССЛЕДОВАНИЙ
2.1. Материалы и методы исследований.
2.1.1.Общая методика. Экспериментальная часть работы выполнялась на
ферме крупного рогатого скота учебно-опытного хозяйства «Кетросу», района
Анений Ной, ОПХ «Колоница» района Криулень и в лаборатории микробиологии
кафедры эпизоотологии Государственного aграрного университета Молдовы с
1973 по 1998 год.
Опыты проводились на коровах черно-пестрой породы 5-8 лактации и на
родившихся от них телят, с целью изучения состояния неспецифической и
специфической иммунологической реактивности новорожденных телят при
колибактериозе, а также выявления роли кислотно-основного баланса в течение
инфекционного процесса, коррекции иммунодефицитного состояния новорожденных
телят. Для лечения применяли антисекреторные препараты, ингибирующие
циклический аденозинмонофосфат.
Пробы молозива отбирались в первый день (из первого, второго и третьего
доения), на второй, пятый день после отела, а на десятый, двадцатый день и
через месяц исследовалось молоко.
В сыворотке крови, молозиве и молоке изучались: динамика накопления
агглютининов, иммуноглобулиновый уровень, в т. ч. в динамике.
Сыворотку крови получали путем отстаивания, а из молозива — методом
пепсинизации. Из сывороток молозива первого и второго дня после отела
выделяли колостральную сыворотку и лактоглобулин. У родившихся телят от
опытных и контрольных групп коров в сыворотке крови изучали: динамику
накопления О- и К- антител-агглютининов, уровень иммуноглобулинов в
зависимости от клинического статуса, показатели фагоцитоза, пропердина,
комплиментарной и бактерицидной активности (до поения молозивом, на 2, 5,
10, 20 и 30 день жизни).
Бактерицидные свойства колостральной сыворотки и сыворотки крови
новорожденных телят изучали нефелометрическим методом. Профилактические и
лечебные свойства молозивных сывороток и лактоглобулина изучались на
лабораторных животных и телятах.
Коррекцию иммунодефицита неонатальных телят, проводили с применением
лактоглобулина и витамина А.
В качестве анти-секреторных факторов, ингибирующих циклический
аденозинмонофосфат (сАМР) применяли хлорпромазин и Т-активин.
Опыты проводились на 562 телятах, 468 коровах, 247 белых мышах и 30
кроликах.
Полученный цифровой материал подвергался биометрической обработке по
различным биометрическим методикам: [Дж. У. Снедекор, 1961; И. П. Ашмарин,
А. А. Воробьев, 1962; В. Ю. Урбах, 1964; Е. В. Гублер, А. А. Генкин А. А.,
1969].
2.1.2. Приготовление колибактериозного антигена. Для приготовления
антигена использовали три серотипа колибактерий: О78:К80, О119:К69 и
О137:К79.
Использованные серотипы Е. coli по морфологическим и биохимическим
свойствам были типичными, отвечающими требуемым иммуногенным, антигенным н
вирулентным свойствам.
Е. coli О78:К80, О119:К69 и О137:К79 раздельно высевали в пробирки с
мясопептонным бульоном на 12 ч и проверяли на чистоту (микроскопия мазков,
окрашенных по Граму). В последующем бульонную культуру высевали на
стерильный мясопептонный агар в матрацах. Посевы выращивали в термостате в
течение 18 ч при температуре 37° С, проверяли на чистоту и смывали
стерильным изотоническим раствором хлорида натрия. Для выделения О-антигена
бактериальную суспензию автоклавировали при 120°С в течение 2 ч дня
разрушения К-антигена. Густую отмытую суспензию Е. coli содержащую 10 млрд.
микробных тел в 1 мл по оптическому стандарту, смешивали с ацетоном в
отношении 1:5 до появления коагуляции (свертывания). Плотную часть
материала отбирали на воронке Бюхнера, промытой один раз ацетоном и затем
высушенной эфиром. Препарат высушивали на воздухе и хранили при 4°С.
Сухой порошок применяли для приготовления суспензии антигена, добавляя 1
мг высушенных ацетоном бактерий на 1 мл барбиталового буфера.
Для выделения К-антигена бактериальную суспензию получали путем смыва из
агаровых культур изотоническим раствором хлорида натрия, содержащего 0,5 %
формальдегида. Бактерии были экстрагированы при добавлении ацетона
непосредственно после их смыва с агаровой культуры и промыты. [E. Neter, E.
A. Gorzynski, R. M. Gino, O. Westphal and O. Luderwitz. 1956; E. Neter,
1957].
Полученные О- и К-антигены проверяли на стерильность и на безвредность.
Стерильность устанавливали путем высева на МПБ, МППБ и МПА. Посевы
выдерживали 10 дней в термостате (+37°С). Безвредность антигенов была
проверена на лабораторных животных. Для этого каждый из антигенов вводили
10 белым мышам под кожу в области спины по 0,5 мл и 5 морским свинкам в
области внутренней поверхности задней конечности по 1,0 мл. Клинические
наблюдения за опытными животными вели в течение 15 дней.
Отсутствие роста в посевах на МПБ, МППБ и МПА и гибели привитых животных
позвонило считать антигены стерильными и безвредными. Хранились антигены
при температуре +4 +5°С в холодильнике.
2.1.3. Изучение агглютиногенных свойств серотипов О78:К80, О119:К69 и
О137:К79 Е. coli. Для определения агглютиногенности изучаемых серотипов
использовали 30 кроликов, по 5 на каждый серотип (определение О- и К-
антигенов). Антигены вводили кроликам в краевую вену уха в нарастающих
дозах (от 0,5 до 2,0 мл) с интервалом в три дня, четырехкратно.
Для определения О-антигена смешивали одну каплю антигена с одной каплей
соответствующей О-сыворотки на зеркальном стекле, размещали над водяной
баней при 60°С. Результаты учитывали через 10 мин после смешивания.
Позитивную реакцию подтверждали пробирочной агглютинацией, применяя
формалинизировавную шестичасовую культуру в МПБ. Основное разведение
сыворотки 1:10.
Для определения К-антигена культуру вначале тестировали пластинчатой
реакцией агглютинации на предметном стекле. Одну каплю живой суспензии
культуры смешивали с одной каплей различных антисывороток. Результаты
учитывали в течение 30с после смешивания. Позитивную реакцию подтверждали
пробирочной агглютинацией до титра тест сыворотки, применяя как антиген
живую пятичасовую культуру в МПБ. Пробирки инкубировали при 37°С два часа,
в последующем агглютинационные пробирки центрифугировали при 2000 об/мин в
течение трех минут. Одинаковый писк агглютинации учитывали как позитивную
реакцию. [E. Neter, E. A. Gorzynski, R. M. Gino, O. Westphal and O.
Luderwitz. 1956; E. Neter, 1957].
2.1.4. Получение сыворотки крови, молозива и молока. Кровь от животных
(коров, телят) брали из яремной вены в стерильные пробирки и помещали в
термостат (+37°С) на 3 ч, после чего выдерживали 12-16 ч при комнатной
температуре до полного отделения сыворотки. Затем сыворотку отсасывали в
стерильные пробирки и помещали в холодильник (+4 +5°С).
Молозиво от коров брали при первом, втором и третьем доении после отела,
а затем на второй, пятый, десятый, двадцатый дни и через месяц.
Сыворотку из молозива и молока получали путем добавления пепсина. На
Страницы: 1, 2, 3, 4, 5, 6, 7, 8, 9, 10, 11, 12, 13, 14, 15, 16, 17, 18, 19, 20